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本试剂盒通过缓冲液SPCL裂解植物样品，释放出基因组DNA，然后采用可特异性结合DNA的离心吸附柱和独特的缓冲液系统，能够有选择性地吸附核酸分子，去除多糖，多酚，细胞代谢物和蛋白等其他杂质，得到高质量的基因组DNA。该试剂盒整个操作过程无需使用酚/氯仿抽提，使用起来安全方便，操作简便，快速，单个样品操作一般可在1小时内完成。抽提出的DNA可用于酶切、PCR、Southern blot等相关实验。

• 缓冲液SPCL、缓冲液SBD中含有刺激性化合物，操作过程中应避免直接接触，如沾染皮肤或眼睛请立即用清水或生理盐水冲洗，必要时寻求医生的帮助。
  
• 试剂盒初次开启，按瓶身标签说明在洗涤液中加入相应量的无水乙醇混匀(24mL洗涤液加入96mL无水乙醇)，在瓶身做好标记。于室温密封保存。
  
• 每次使用前请检查缓冲液SPCL和缓冲液SBD是否出现沉淀，如有沉淀，请于65℃水浴溶解，待恢复澄清透明后冷却至室温即可使用。
  
• 样品的采集与保存：若实验条件允许，尽量提取新鲜的植物样品；样品应避免反复冻融，否则会导致提取的DNA片段较小且提取量也下降；对于单子叶植物叶片，如水稻、小麦等叶片，应室温或4℃保存，如果置于-20℃或-80℃保存，样品解冻后极易发生水化现象，会显著降低最终DNA的产量。
  
• 关于样品的用量：建议样品的初始用量介于20～200mg之间，样品用量只影响DNA产量，几乎不影响纯度，但在初次提取时，建议用量在20～50mg之间，后期再根据DNA纯度和产量进行适当调整。

• 估算植物细胞用量。每次提取一般需要25～100mg植物叶片、或50～100mg植物种子(鲜重)、或50～100mg植物果实。
  
• 取适量植物组织在液氮中充分研磨成粉末，研磨后转移粉末至1.5mL离心管中。
  
  • 研磨是否充分，将会影响基因组DNA的得率。
    
  • 样品尽量不要采用植物的微管组织。
    
  • 对于含水量较多的样品，请尽量在研磨和裂解前挤干去除水分。
• 向离心管中加入400μL缓冲液SPCL和4μL RNase A (10mg/mL)旋涡振荡，充分混匀帮助裂解。65℃水浴15min，在水浴过程中颠倒离心管2～3次，混合样品。
  
• 加入150μL缓冲液SPP，充分混匀，冰上放置5min，室温12000rpm离心10min，小心将上清液体吸取400μL转入一个新的离心管中，并加入400μL缓冲液SBD混匀。
  
  不要吸取到中间层变性蛋白质部分。
  
  
• 加入200μL无水乙醇，震荡混匀。
  
  加入无水乙醇后需立即震荡混匀，若有沉淀析出，可使用移液器吹吸溶解后进行下一歩。
  
  
• 将上步所得溶液加入到吸附柱中，12000rpm，离心1min，倒掉废液，将吸附柱放入收集管中。
  
  先加入600μL溶液离心后弃废液，再加入剩余的液体，再次离心。
  
  
• 向吸附柱中加入500μL GW溶液，12000rpm，离心30s，倒掉废液，将吸附柱放入收集管中。
  
• 向吸附柱中加入700μL洗涤液，12000rpm，离心30s，倒掉废液，将吸附柱放入收集管中。
  
  洗涤液使用前请确认是否加入相应量的无水乙醇并混匀。
  
  
• 重复操作步骤8一次。
  
• 将吸附柱放回收集管中，12000rpm，离心2min。将吸附柱开盖后置于室温放置2～3min，以彻底晾干吸附材料中残余的漂洗液。
  
  此步绝不可省略，否则残留的乙醇会严重影响后续实验。
  
  
• 取出吸附柱，放入一个新的1.5mL离心管中，向吸附膜的中央加入50～100μL洗脱缓冲液，静置2min，12000rpm，离心2min，得到的DNA溶液置于-20℃保存或直接用于后续试验。
  
  洗脱缓冲液体积越大，洗脱效率越高，如果需要产量高，可增大洗脱体积，如果需要DNA浓度高，可以适当减少洗脱体积，但是最小体积不少于50μL，体积过小影响回收效率。洗脱液的pH值对于洗脱效率有很大影响，若用ddH2O做洗脱液应保证其pH值大于7.5，pH值过低会降低洗脱效率，且DNA产物应保存在-20℃，以防DNA降解。